histologie (suite)

Plus récemment, l’histophysiologie, qui s’est progressivement orientée dans le sens de l’histochimie grâce aux techniques de F. Schiff (1889-1940), de R. D. Hotchkiss (né en 1911) et de J. F. A. MacManus (né en 1911), a eu comme promoteur l’Américain R. G. Harrison (1870-1959) et le Français Alexis Carrel (1873-1944), auxquels ont fait suite les tenants de l’école française contemporaine, P. Bouin (1870-1962), et P. Masson (1880-1959). Ces diverses étapes ont découlé de la notion de pathologie cellulaire énoncée par R. Virchow en 1855 : Omnis cellula e cellula, et qui a été l’une des principales acquisitions de la seconde moitié du xix^e s.

Techniques histologiques

L’étude des tissus à l’état vivant est la plus intéressante au point de vue biologique, puisqu’elle permet de saisir l’état normal, mais elle se heurte à de nombreux inconvénients ; aussi est-on obligé, pour saisir de nombreux détails, de fixer (de coaguler), de couper et de colorer les préparations qui seront observées au microscope, en s’efforçant de les conserver dans un état aussi voisin que possible de l’état vivant.

Observation et colorations « vitales »

Le procédé le plus immédiat consiste à monter l’objet biologique à observer entre une lame et une lamelle de verre, dans son milieu de vie normal ou dans un milieu synthétique ayant des propriétés identiques (feuille de plante aquatique observée dans l’eau, cellules sanguines dans un soluté physiologique). Ce montage, dit « vital », offre l’avantage de permettre l’observation de cellules en période d’activité. Malheureusement, on est tout de suite limité, dans l’immense majorité des cas, par le faible contraste de la matière cellulaire. Dans quelques, cas exceptionnels, des constituants cellulaires naturellement pigmentés sont aisément discernables (chloroplastes verts, vacuoles rouges ou bleues des cellules épidermiques de pétales de dahlias, etc.). Mais, la plupart du temps, des moyens artificiels doivent être mis en œuvre pour rendre l’observation possible. On peut modifier les systèmes optiques utilisés : l’introduction du contraste de phase, par exemple, représente une amélioration sensible du microscope courant et améliore l’observation vitale. L’utilisation de colorants « vitaux » pourrait constituer une bonne solution ; là encore, les résultats ne sont que très partiels, étant donné le nombre réduit de substances utilisables et la difficulté qu’il y a à déterminer les concentrations convenables, qui varient en fonction des catégories cellulaires étudiées et de leur état physiologique.

Préparations fixées et colorées

L’arsenal des substances colorées non vitales est considérablement plus vaste, et leur emploi couvre l’immense majorité des cas, surtout en histologie et en histopathologie médicales. Il convient de prélever les pièces le plus tôt possible après la mort (nécropsie) ou parfois sur le vivant (biopsie, expérimentation sur l’animal). Les pièces sont immédiatement fixées, puis incluses dans une substance qui permettra de faire des coupes, enfin colorées et placées entre lame et lamelle pour l’examen au microscope.

• La fixation. Fixer un organe, un tissu, une cellule, c’est les conserver dans un état aussi proche que possible de l’état vivant (stopper les pullulations microbiennes, s’opposer à l’autolyse des constituants, insolubiliser les organites ou substances qu’on se propose d’étudier, s’opposer aux modifications de formes et de dimensions), mais c’est aussi préparer les structures aux traitements ultérieurs, en particulier à la rétention du ou des colorants utilisés. Les fixateurs employés, des mélanges polyvalents la plupart du temps, mais aussi le froid, accompagné d’une déshydratation très poussée, ou la chaleur, qui coagule les protéines, ne sont cependant pas universels. Les plus utilisés couramment sont l’alcool éthylique à 80°, le formol, l’acide picrique, l’acide acétique (ces trois derniers étant réunis dans le liquide de Bouin). L’acide osmique est d’un emploi plus difficile. Chacun de ces fixateurs a des avantages et des inconvénients (coagulation plus ou moins brutale du cytoplasme, du noyau ou de leurs constituants), et l’imperfection de la fixation peut avoir pour effet l’apparition d’aspects morphologiques qui n’existent pas « in vivo », les artefacts, qu’il faut savoir dépister.

• L’inclusion. Une fois la fixation obtenue dans le liquide approprié, vient l’inclusion des pièces dans une substance choisie demi-dure, paraffine ou résine synthétique, afin de créer une consistance homogène favorable pour la coupe. La méthode à la paraffine est la plus couramment employée, car de réalisation rapide, notamment pour les petites pièces. On se sert de paraffine fondue à 57 °C, qui se solidifie à la température du local. Les méthodes employant des résines synthétiques sont plus longues, mais elles sont les seules applicables aux pièces dures (os, cartilage), ainsi que dans le cas de la microscopie électronique.

• Confection des coupes. Lorsque a été obtenu un durcissement suffisant du bloc dans lequel est incluse la pièce, on procède à la coupe avec un microtome, appareil comportant un porte-bloc qui avance par paliers de 2 à 15 μ, présentant à chaque progression le bloc à un rasoir qui effectue la coupe au passage (comme un appareil à couper le jambon). Des microtomes perfectionnés munis de rasoirs en verre ou en diamant permettent d’obtenir des coupes de 500 à 1 000 Å d’épaisseur, qui conviennent au passage des électrons du microscope électronique.

• Coloration. La coloration s’obtient après déparaffinage, en plongeant la coupe, collée sur une lame de verre, dans des bains colorants dont les constituants ont une affinité élective pour tel compartiment cellulaire ou tel constituant, augmentant les contrastes et favorisant l’observation. La coloration trichrome de Masson associe l’hémalun de Masson, qui colore les noyaux en brun noir, le ponceau de xylidine, qui colore le cytoplasme en rouge, et le bleu d’aniline, qui colore les fibres de collagène en bleu. Une telle coloration, qui met en valeur les structures du point de vue morphologique, est dite « topographique ». On emploie aussi très souvent en histologie les colorations à l’hématéine-éosine et l’hématoxyline.